Capacidad pulmonar:

Objetivo: Observar la capacidad pulmonar de varias personas, las cuales tienen diferencias en las variables que son muy influyentes en la misma: Edad, peso, fumador o no fumador y sexo.

Material: Garrafa de plástico de 5 litros, probeta, rotulador permanente para vidrio y plástico, cubo y tubo de plástico (pequeña manguera).

Fundamento teórico: En una espiración normal se expulsan 0,5 litros de aire de los pulmones, y en una forzada salen 1,5 litros de aire complementario y 1,5 litros de aire de reserva. En los pulmones quedan siempre 1,5 litros de aire que no se moviliza, el aire residual.
La capacidad pulmonar media de un ser humano adulto es de 5 litros, aunque esta cifra puede variar dependiendo de factores como la edad, el sexo y la actividad. Con la práctica de ejercicio la capacidad pulmonar puede aumentar en más de un litro.

Procedimiento experimental: Con una garrafa de 5 litros de agua, podemos construir un espirómetro, es decir, un aparato para medir el volumen de aire espirado. La llenamos de agua completamente, luego vaciamos 200 centímetros cúbicos en una probeta y señalamos el nivel del agua en la garrafa con un rotulador. Repetimos esta operación hasta vaciar los 5 litros. Entonces volvemos a llenarla de agua, la tapamos con la mano y le damos la vuelta sobre un cubo lleno de agua. Finalmente se introduce una manguera de plástico flexible y fina. Ya está listo para espirar y para medir dicha espiración. Tomamos nota de cuanto se vacía en una espiración normal y en una forzada.

Conclusiones: Estos son los datos obtenidos de personas con diferentes características que influyen en la capacidad pulmonar, ya nombradas en el apartado "objetivo":

Espiración normal/Espiración forzada:

Mujer adulta, fumadora, 51 kg: 0.8/ 2.2

Mujer adulta, no fumadora, 60kg: 0.6/ 2.2

Varón joven, no fumador, 75kg : 0.45/ 3.4

Varón joven, fumador, 68kg: 0.5/ 2.8

Mujer joven, fumadora, 45 kg: 0.3/ 1.5

Mujer joven, no fumadora: 0.8/ 1.6

Cuestiones:
-¿Existen diferencias entre sexos?
Si, en las espiraciones normales las chicas han expulsado mayor cantidad de aire que los chicos, pero ha sucedido exactamente lo contrario en las forzadas.
-¿Hay diferencias entre deportistas o no?
Este es un factor que no hemos valorado en este experimento, nos hemos centrado en el peso, sexo y en el ser fumador o no.

Reconocimiento de amilasa en la saliva:

Objetivo: Comprobar la presencia de la enzima ptialina o amilasa en la saliva.

Material: Almidon de patata en polvo, saliva, lugol, tubo de ensayo, gradilla, papel de filtro, espátula, pesa, agua destilada, varilla de agitación, vaso de precipitado y pipeta.

Fundamento teórico:La amilasa, denominada también amilasa salival, ptialina o tialina, es una enzima que tiene la función de digerir el glucógeno y el almidón para formar azúcares simples, se produce principalmente en las glándulas salivares y en el páncreas. Tiene un pH=7. Cuando una de estas glándulas se inflama derrama la amilasa a la sangre y aparece elevado su nivel en el análisis de la amilasa sérica.
Procedimiento experimental: Preparamos una disolución de almidón, para lo cual pesamos primero el vaso de precipitados. A continuación añadimos 0.25 g de almidón en polvo y 50 ml de agua destilada, y con la varilla lo agitamos. En un tubo de ensayo colocamos una muestra de disolución de almidón solamente y le vertimos cuatro gotas de lugol( reactivo que cambia de color para poder reconocer la presencia de almidon) para ver si reacciona y por tanto tiene almidon. Y en otro dos tubos de ensayo únicamente ponemos 2 ml de muestra.

Conclusiones: Efectivamente, hemos podido observar en el tubo de ensayo el cambio sucedido tras 5 y 15 minutos en las muestras a las q se les añadió saliva. Queda corroborado la ya sabido de antemano: En la saliva hay amilasa, la cual digiere almidón.

Observación de células sanguíneas:

Objetivo: Observar en el microscopio óptico células sanguíneas y distinguir unas de otras.

Material: Microscopio, portaobjetos, mechero de alcohol, lanceta estéril, cubeta de tinción, frasco lavador, alcohol 100% y solución de giemsa.


Fundamento teórico: La sangre está formada por un líquido amarillento denominado plasma, en el que se encuentran en suspensión millones de células que suponen cerca del 45% del volumen de sangre total. Tiene un olor característico y una densidad relativa que oscila entre 1,056 y 1,066. En el adulto sano el volumen de la sangre es una onceava parte del peso corporal, de 4,5 a 6 litros. Una gran parte del plasma es agua, medio que facilita la circulación de muchos factores indispensables que forman la sangre. Un milímetro cúbico de sangre humana contiene unos cinco millones de corpúsculos o glóbulos rojos, llamados eritrocitos o hematíes; entre 5.000 y 10.000 corpúsculos o glóbulos blancos que reciben el nombre de leucocitos, y entre 200.000 y 300.000 plaquetas, denominadas trombocitos. La sangre también transporta muchas sales y sustancias orgánicas disueltas.
Al microscopio se verá un dominio predominante de hematíes o glóbulos rojos. No tienen núcleo y son más delgados por el centro que por los bordes. Los glóbulos blancos o leucocitos se identifican fácilmente por la presencia de núcleo. Si se observan muchos leucocitos es porque puede haber una infección. Hay varias clases de leucocitos:
-Linfocitos: De tamaño aproximado al de los glóbulos rojos, y su núcleo ocupa casi todo el glóbulo.
-Monocitos: Son los leucocitos de mayor tamaño, poco frecuentes, poseen un núcleo grande y redondo, son los más dinámicos, y su función principal es la fagocitosis.
-Granulocitos: Núcleo fragmentado o arrosariado. Pueden ser eosinófilos (abundantes granulaciones teñidas de rojo y nucleo bilobulado), neutrófilos (núcleo multilobulado) o basófilos.
Las plaquetas, sin embargo, no son visibles, ya que precisan de una técnica especial de tinción.

Procedimiento experimental: Con la lanceta estéril realizar una punción en el dedo pulgar. Depositar una gota de sangre en la parte central del portaobjetos. Deslizar otro segundo porta sobre el primero para obtener una fina película de sangre. Colocar el frotis de sangre sobre la cubeta de tinción y añadir gotas de alcohol absoluto y dejar que se evapore para fijar la preparación. Cubrir con unas gotas de solución giemsa y dejar actuar 15 min. Lavar la preparación hasta no haber más colorante. Dejar secar aireando el porta o al calor de la llama del mechero y observar al microscopio.

Conclusiones: Observamos gran número de glóbulos rojos y 7 blancos, concretamente 4 monocitos, 2 neutrofilos y 1 linfocito.

Reconocimiento y determinación del grupo sanguíneo:

Objetivo: Averiguar el grupo sanguíneo de muestras de sangre extraídas a los propios compañeros.

Material: Portaobjetos limpio, palillos, lancetas y sangre capilar.

Fundamento teórico: La determinación de grupos sanguíneos del sistema ABO se efectúa enfrentando los hematíes problema con antisueros de especificidad conocida: anti-A, anti-B y anti-AB (grupo 0).
La presencia del antígeno D se determina enfrentando los hematíes problema, en un medio proteico alto, con suero anti-D (RHo). La aglutinación o no aglutinación de los hematíes ensayados, son indicativos de la presencia o ausencia del correspondiente antígeno en los mismos.
La variante Du, forma débil del antígeno D, puede detectarse mejor incubando la suspensión de hematíes con suero anti-D, efectuando la prueba de la antiglobulina.

Procedimiento experimental: Tras dividir un portaobjetos en tres partes y haberlos denominado según el antisuero que acogerá cada uno, se añaden dichos antisueros (anti-A, anti-B, anti-AB y anti-D). Después se añadirán unas gotas de sangre en cada recuadro. Mezclar bien la sangre con el reactivo empleando palillos distintos para cada ensayo. Observaremos si hay alguna aglutinación tras hacer reaccionar la sangre con los antisueros.

A tener en cuenta: Si al término del periodo de reacción no existiese ningún signo de aglutinación, se interpretaría como una reacción negativa ante dicho antisuero. Si la reacción es positiva se observará que los hematíes se aglutinan en segundos. Para detectar los subgrupos más débiles de A debe agotarse el término de los dos minutos, ya que en antisuero A puede aglutinar algo tarde. El empleo del suero anti-AB confirmará las sangres del grupo 0.

Conclusión: Se han tomado muestras de sangre de Anya, Jorge Jiménez y Cristina. Según la prueba, Anya es AB-; Jorge J., A+; y Cristina O+. Ha sido una de las prácticas que ha despertado mayor interés, muchos de nosotros ignorábamos que se pudiera hacer esta prueba de esta forma: Simple y sin grandes medios trecnológicos.

Tejido muscular estriado:

Objetivo: Observar el tejido muscular estriado.

Material empleado: Microscopio, portaobjetos, cubreobjetos, frasco lavador, caja de Petri, aguja enmangada, pinzas de disección, alcohol etílico, azul de toluidina y trozo de carne.

Fundamento teórico: El tejido muscular estriado está presente en un tipo de músculo compuesto por fibras largas rodeadas de una membrana celular, el sarcolema. Las fibras son células fusiformes alargadas que contienen muchos núcleos y en las que se observa con claridad estrías longitudinales y transversales.
Los músculos esqueléticos están inervados a partir del sistema nervioso central y, debido a que éste se halla en parte bajo control consciente, se llaman músculos voluntarios. La mayor parte de los músculos esqueléticos están unidos a zonas del esqueleto mediante inserciones de tejido conjuntivo llamadas tendones. Las contracciones del músculo esquelético permiten los movimientos de los distintos huesos y cartílagos del esqueleto. Los músculos esqueléticos forman la mayor parte de la masa corporal de los vertebrado.

Procedimiento experimental: Con la aguja enmangada hacemos surcos paralelos a las fibras. Se separarán en paquetes musculares. Desprendemos algunos para luego colocarlos en un portaobjetos. El siguiente paso es añadir alcohol sobre la muestra y esperar a que se evapore. Teñimos durante un minuto con una gota de azul de toluidina y lavamos con un leve chorro de agua mientras aguantamos las fibras. Depositamos una gota de agua sobre el tejido y colocamos el cubreobjetos, y, a continuación, superponemos una tira de papel de filtro y damos unos golpecitos con el dedo para disgregar los haces de fibras. Por último, observamos la muestra obtenida con distintos aumentos.

Cuestiones: Copia el dibujo correspondiente a la observación señalando sus partes:

Las bandas claras y oscuras se deben a la disposición de las molecules responsables de la contracción ¿Cuáles son?
Actina y miosina

Conclusión: Desgraciadamente, no pudimos obtener una muestra óptima, a pesar de intentarlo dos veces. Deberíamos haber logrado observar unas fibrillas similares a las del dibujo adjunto.